С помощью световой микроскопии в растительной клетке. Методы световой и электронной микроскопии

Световая микроскопия - это самый древний и в тоже время один из распространенных методов исследования и изучения растительной и животной клетки. Предполагается, что начало изучения клетки было именно с изобретением светового оптического микроскопа. Главная характеристика светового микроскопа - это разрешение светового микроскопа, определяемое длиной световой волны. Предел разрешения светового микроскопа определяется длиной световой волны, оптический микроскоп используется для изучения структур, которые имеют минимальные размеры равные длине волны светового излучения. Многие составляющие клетки близки по своей оптической плотности и требуют предварительной обработки перед микрокопированием, в противном же случае они практически не видны в обычный световой микроскоп. Для того, чтобы сделать их видимыми, используют различные красители, обладающие определенной избирательностью. Используя избирательные красители, появляется возможность более подробно исследовать внутреннее строение клетки.

Например:

краситель гематоксилин окрашивает некоторые компоненты ядра в синий или фиолетовый цвет;

после обработки последовательно флороглюцином и затем соляной кислотой одревесневшие оболочки клеток становятся вишнево - красными;

краситель судан III окрашивает опробковевшие клеточные оболочки в розовый цвет;

слабый раствор йода в йодистом калии окрашивает крахмальные зерна в синий цвет».

При проведении микроскопических исследований большую часть тканей перед началом окраски фиксируют.

После фиксации клетки становятся проницаемыми для красителей, а структура клетки стабилизируется. Одним из наиболее распространенных фиксаторов в ботанике является этиловый спирт.

В ходе приготовления препарата для микрокопирования выполняют тонкие срезы на микротоме (приложение 1, рис.1). В этом приборе использован принцип хлеборезки. Для растительных тканей изготавливают чуть более толстые срезы, чем для животных, поскольку клетки растений относительно крупней. Толщина срезов растительных тканей для - 10 мкм - 20 мкм. Некоторые ткани слишком мягкие, чтобы из них сразу же можно было получить срезы. Поэтому после фиксации их заливают в расплавленный парафин или специальную смолу, которые пропитывают всю ткань. После охлаждения образуется твердый блок, который потом режется на микротоме. Это объясняется тем, что растительные клетки имеют прочные клеточные стенки, составляющие каркас ткани. Особенно прочны одревесневшие оболочки.

Пользуясь заливкой при приготовлении, срез возникает опасность нарушения структуры клетки, для предотвращения этого пользуются методом быстрого замораживания. При использовании этого метода обходятся обойтись без фиксации и заливки. Замороженную ткань режут на специальном микротоме - криотоме (приложение 1, рис. 2).

Замороженные срезы лучше сохраняют особенности естественной структуры. Однако их труднее готовить, а присутствие кристаллов льда нарушает некоторые детали.

фазово-контрастный (прилож. 1, рис. 3) и интерференционный микроскопы (прилож.1, рис.4) позволяют исследовать под микроскопом живые клетки с четким проявлением детали их строения. В этих микроскопах используют 2 пучка световых волн, которые взаимодействуют (налагаются) друг на друга, усиливая или уменьшая амплитуду волн, поступающих в глаз от разных компонентов клетки.

Световая микроскопия имеет несколько разновидностей.

Задание 1.

Рассмотрите предложенную схему направлений эволюции. Запишите в ответе пропущенный термин, обозначенный на схеме вопросительным знаком.

Объяснение: пропущенным направлением биологического прогресса является идиоадаптация. Идиоадаптация - частное изменение организма, не приводящее к повышению уровня организации (опушенность листьев, изменение окраски и т.д.).

Правильный ответ - идиоадаптация.

Задание 2.

Выберите два верных ответа из пяти и запишите цифры, под которыми они указаны.

С помощью световой микроскопии в растительной клетке можно различить.

1. Эндоплазматическую сеть

2. Микротрубочки

3. Вакуоль

4. Клеточную стенку

5. Рибосомы

Объяснение: при помощи световой микроскопии можно различить только большие части клетки, такие как клеточная стенка и вакуоль (в старых клетках вакуоль занимает почти все внутриклеточное пространство). Более мелкие органоиды (микротрубочки, эндоплазматическая сеть и рибосомы) можно увидеть только в электронный микроскоп.

Правильный ответ - 34.

Задание 3.

Сколько молекул ДНК содержится в ядре клетки после репликации, если в диплоидном наборе содержится 46 молекул ДНК? В ответе запишите только соответствующее число.

Объяснение: репликация - удвоение молекул ДНК, значит 46 молекул после удвоения превращаются в 92 молекулы.

Правильный ответ - 92.

Задание 4.

Все перечисленный ниже признаки, кроме двух, используют для описания строения и функций эндоплазматической сети. Определите два признака, "выпадающих" из общего списка.

1. Расщепление белков

2. Транспорт веществ

3. Окислительное фосфорилирование

4. Синтез белка на рибосомах

5. Разделение цитоплазмы на отсеки

Объяснение: эндоплазматическая сеть окружает ядро, тем самым разделяя цитоплазму на отсеки и осуществляя внутриклеточный транспорт веществ. ЭПС бывает гладко и шероховатой. Шероховатая ЭПС осуществляет синтез белков при помощи рибосом, которые находятся на мембранах сети.

Правильный ответ - 13.

Задание 5.

Установите соответствие между процессами и фазами митоза.

Процессы

А. Образуется ядерная мембрана

Б. Сестринские хромосомы расходятся

В. Веретено деления окончательно исчезает

Г. Хромосомы деспирализуются

Д. Центромеры хромосом разъединяются

Фазы митоза

1. Анафаза

2. Телофаза

Объяснение: анафаза - самая быстрая фаза деления, так как происходит расхождение хромосом к полюсам клетки (и разъединение центромер хромосом). Все остальные процессы происходят после расхождения хромосом - в телофазе.

Правильный ответ - 21221.

Задание 6.

Сколько разных фенотипов образуется при скрещивании двух гетерозиготных растений душистого горошка с розовыми цветками (красный цвет неполно доминирует над белым). В ответе запишите только количество фенотипов.

Объяснение: при неполном доминировании сочетание генов красного (А) и белого (а) цветов дает розовый цвет (А). Скрещиваем два растения розового цета:

Р: Аа х Аа

Г: А, а х А, а

F1: получаем расщепление по генотипу - 1АА:2Аа:1аа

Расщепление по фенотипу: 1: 2: 1 (25% - красных, 50% - розовых, 25% - белых цветков).

Правильный ответ - 3.

Задание 7.

Все приведенные ниже признаки, кроме двух, характеризуют модификационную изменчивость. Определите два признака, "выпадающих" из общего списка и запишите цифры, под которыми они указаны.

1. Разные формы подводных и надводных листьев стрелолиста

2. Карий и голубой цвета глаз у членов одной семье

3. Варьирование размеров клубней одного растения картофеля

4. Различие длины листьев у березы с северной и южной сторон

5. Рождение детей с синдромом Дауна

Объяснение: Модификационная изменчивость - изменчивость конкретного организма (или группы организмов) в зависимости от условий окружающей среды в пределах нормы реакции. Такая изменчивость затрагивает фенотип организма, но не затрагивает генотип, значит такие модификации не наследуются. Поэтому, примерами данного вида изменчивости не могут быть генетическими признаками - различный цвет глаз и синдром Дауна.

Правильный ответ - 25.

Задание 8.

Установите соответствие между процессами и отделами растений.

Процессы

А. Формирование эндосперма

Б. Образование зеленого заростка

В. Слияние неподвижных гамет

Г. Развитие пыльцевой трубки

Д. Размножение и расселение спорами

Отделы растений

2. Папоротниковидные

Объяснение: Папоротниковидные образуют зеленый заросток (из споры), а также размножаются и расселяются спорами. Их мужские половые клетки подвижны и оплодотворение идет только в воде.

Правильный ответ - 12112.

Задание 9.

Какие признаки характерны для организма, изображенного на рисунке.

1. Замкнутая кровеносная система

2. Разделение тела на голову, грудь и брюшко

3. Брюшная нервная цепочка

4. Четыре пары ног

5. Одна пара усиков

6. Дыхание с помощью легочных мешков и трахей

Объяснение: паукообразные имеют четыре пары ног, незамкнутую кровеносную систему, отделы тела: головогрудь и брюшко, есть брюшная нервная цепочка, дышат с помощью легочных мешков и трахей. Усиков нет.

Правильный ответ - 346.

Задание 10.

Установите соответствие между признаками организмов и царствами, для которых они характерны.

Признаки организмов

А. Гетеротрофный тип питания

Б. Наличие в наружном скелете хитина

В. Наличие образовательной ткани

Г. Регуляция жизнедеятельности только с помощью химических веществ

Д. Образование мочевины в процессе обмена веществ

Е. Наличие жесткой клеточной стенки из полисахаридов

Царства

1. Растения

2. Животные

Объяснение: к признакам животных отнесем гетеротрофный тип питания, наличие хитина в наружном скелете и образование мочевины в процессе обмена белков.

Наличие образовательной ткани, регуляцию жизнедеятельности при помощи химических веществ и наличие клеточной стенки отнесем к признакам растений.

Растения - автотрофы, так как потребляют неорганические вещества и перерабатывают из в органические вещества. Наружный скелет имеется только у животных (членистоногие), у животных есть только нервная, эпителиальная, мышечная и соединительная ткани, а у растений - образовательная, механическая, покровная, основная и проводящая. Животные регулируют внутренние процессы при помощи нервной и гуморальной регуляции, а растения только при помощи химических веществ. Мочевина образуется у животных. Клеточная стенка (из целлюлозы) имеется у растений и отсутствует у животных.

Правильный ответ - 221121.

Задание 11.

Установите последовательность расположения систематических таксонов, начиная с самого крупного.

1. Растения

2. Вишня кустарниковая

3. Розоцветные

4. Двудольные

5. Покрытосеменные

6. Вишня

Объяснение: располагаем таксоны, начиная с наибольшего.

Царство - Растения

Отдел - Покрытосеменные

Класс - Двудольные

Семейство - Розоцветные

Род - Вишня

Вид - Вишня кустарниковая

Правильный ответ - 154362.

Задание 12.

Выберите три верных ответа из шести и запишите цифры, под которыми они указаны.

1. Сужению легочных артерий

2. Учащению дыхания

3. Испарению воды через потовые железы

4. Изменению скорости свертывания крови

5. Расширению капилляров кожи

6. Понижению кровяного давления

Объяснение: при теплоотдаче происходит сужение легочных артерий (из-за повышения давления), испарение воды через потовые железы и расширение капилляров кожи (кожа краснеет).

Правильный ответ - 135.

Задание 13.

Установите соответствие между структурами уха и отделами, в которых они находятся.

Структура

А. Ушная раковина

Б. Овальное окно

В. Улитка

Г. Стремечко

Д. Евстахиева труба

Е. Молоточек

Отделы

1. Наружное ухо

2. Среднее ухо

3. Внутреннее ухо

Объяснение: рассмотрим картинку.

К внутреннему уху отнесем ушную раковину, к среднему - слуховые косточки (молоточек стремечко), к внутреннему - овальное окно, улитку и евстахиеву трубу.

Правильный ответ - 133232.

Задание 14.

Расположите в правильном порядке соподчинение систем разных уровней, начиная с наибольшего.

1. Форменные элементы

2. Эритроцит

3. Гемоглобин

4. Ион железа

5. Соединительная ткань

6. Кровь

Объяснение: располагаем структуры, начиная с наибольшего: соединительная ткань - кровь - форменные элементы - эритроцит - гемоглобин - ион железа. Железо входит в состав белка гемоглобина, который переносит кислород и находится на эритроците - форменном элементе крови. Кровь - один из типов соединительной ткани.

Правильный ответ - 561234.

Задание 15.

Прочитайте текст. Выберите три предложения, в которых даны описания экологического критерия вида растения Пузырчатка обыкновенная. Запишите цифры, под которыми они указаны.

1. Пузырчатка обыкновенная в основном встречается в средиземноморском регионе Европы и Африки. 2. Пузырчатка обыкновенная произрастает по канавам, прудам, стоячим и медленно текущим водоемам, болотам. 3. Листья растений рассечены на многочисленные нитевидные доли, листья и стебля снабжены пузырьками. 4. Пузырчатка цветет с июня по сентябрь. 5. Цветки окрашены в желтый цвет, сидят по 5-10 на цветоносе. 6. Пузырчатка обыкновенная - насекомоядное растение.

Объяснение: экологический критерий описывает образ жизни вида его связи с другими организмами. Предложение 2 - описывает особенности местообитания (не конкретные места, а в общем).

Предложение 4 - время цветения (значит и опыления).

Предложение 6 - особенности питания.

Правильный ответ - 246.

Задание 16.

Установите соответствие между примерами и доказательствами эволюции.

Примеры

А. Ископаемые переходные формы

Б. Гомологичные органы

В. Рудименты

Г. Окаменелости

Д. Атавизмы

Е. Единый план строения тела

Доказательства эволюции

1. Палеонтологические

2. Сравнительно-анатомические

Объяснение: к палеонтологическим доказательствам отнесем то, что находят ученые - ископаемые переходные формы, окаменелости. Все остальное - сравнительно-анатомические доказательства - гомологичные органы, рудименты, атавизмы, единый план строения.

Атавизм - появление признаков у организма, свойственных отдаленным предкам (волосяной покров, многососковость и т.д.).

Рудименты - органы, утратившие свою функцию (зубы мудрости, аппендикс, копчик, третье веко и т.д.).

Правильный ответ - 122122.

Задание 17.

Выберите три верных ответа из шести и запишите цифры, под которыми они указаны.

К консументам в экосистеме относят

2. Бактерии гниения

3. Зеленые растения

4. Парнокопытных животных

5. Хищников

6. Цианобактерий

Правильный ответ - 145.

Задание 18.

Установите соответствие между признаками и экосистемами.

Признаки

А. Разветвленные сети питания

Б. Короткие пищевые цепи

В. Низкая саморегуляция

Г. Разнообразие продуцентов

Д. Видовое разнообразие животных

Е. Доминирование монокультур

Экосистемы

1. Ковыльная степь

2. Пшеничное поле

Объяснение: по сути в задании нужно отличить естественную экосистему (ковыльную степь) от агроэкосистемы (пшеничное поле).

Для агроэкосистемы характерны короткие пищевые цепи, низкая саморегуляция и доминирование монокультур. Все остальное - признаки устойчивой естественной экосистемы.

Правильный ответ - 122112.

Задание 19.

Установите последовательность появления и развития экосистем на голых скалах.

1. Накипные лишайники и бактерии

2. Травянисто-кустарниковое сообщество

3. Лесное сообщество

4. Травянистые цветковые растения

5. Мхи и кустистые лишайники

Объяснение: на голых скалах растительное сообщество образуется так же, как шло развитие растительной жизни на Земле. То есть накипные лишайники и бактерии, затем, мхи и кустистые лишайники, далее травянистые цветковые растения, травянисто-кустарниковое сообщество и, наконец, лесное сообщество.

Правильный ответ - 15423.

Задание 20.

Рассмотрите рисунок с изображением фазы сердечного цикла. Определите название этой фазы, ее продолжительность и направление движения крови. Заполните пустые ячейки таблицы, используя термины процессы, приведенные в списке.

Список терминов и процессов:

1. Систола желудочков

2. Систола предсердий

3. Поступление крови из желудочков в артерии

4. 0,1 с

5. 0,8 с

6. Поступление крови из предсердия в желудочек

7. Поступление крови из вен в предсердие

8. 0,3 с

Объяснение: на рисунке изображена фаза сокращения предсердий (систола предсердий). При этом кровь из предсердия поступает в желудочек. Процесс происходит очень быстро и занимает 0,1 с.

Правильный ответ - 246.

Задание 21.

Проанализируйте таблицу "Время, необходимое для узнавания тест-изображения". Испытуемым демонстрировались цифры разных цветов и черно-белые изображения разной сложности. Фиксировалось время, необходимое испытуемому, чтобы распознать и назвать объект.

Изображения	Среднее время узнавания (мс)
Простые	25,0
Средней сложности	37,5
Сложные	70,0
Черные цифры	27,5
Красные цифры	37,5
Синие цифры	62,5
Зеленые цифры	45,0
Желтые цифры	67,5

Выберите утверждения, которые можно сформулировать на основании анализа представленных данных.

1. Время узнавания цифр не зависит от их цвета

2. Черные объекты распознаются быстрее цветных

3. Чем проще объект, тем меньше света необходимо для его узнавания

4. Цветные цифры распознаются быстрее, чем сложные изображения

5. В сумерках распознавание цветного объекта ослабевает

Объяснение: исходя из данных, приведенных в таблице, черные объекты распознаются быстрее, чем цветные (27,5 мс и 37,5 - 67,5 мс). А цветные цифры (мах - 67,5 мс распознаются быстрее, чем сложное изображение (70,0 мс). Остальные утверждения либо не верны, либо содержат данные, которых нет в таблице.

Правильный ответ - 24.

Задание 22.

Хорошо известно, что в крови человека есть белки и глюкоза. Почему разовое введение глюкозы в кровь неопасно для организма, а введение большинства белков опасно?

Объяснение: при однократном введении в кровь глюкозы гормоны углеводного обмена расщепляют ее. Глюкоза - привычная молекула для крови человека (и основная энергетическая молекула), а белки (не регуляторные) в нормальном состоянии не должны находиться в крови (так как это - полимеры), из ЖКТ в кровь поступают мономеры белков - аминокислоты. Белки имеют антигенную природу и будут восприниматься организмом человека как чужеродная молекула.

Задание 23.

Назовите объект, изображенный на рисунке. Укажите название и функции структур, присутствующих на картинке.

Объяснение: на рисунке изображен бактериофаг (вирус бактерий). Можем различить головку (белковый капсид - выполняет защитную функцию, так как в нем расположена нуклеиновая кислота - ДНК или РНК); хвостовой отросток с базальной пластинкой - через отросток вирус впрыскивает нуклеиновую кислоту в пораженную клетку; фибриллы - при помощи них вирус укореняется на клеточной стенке.

Задание 24.

Найдите три ошибки в приведённом тексте. Укажите номера предложений, в которых сделаны ошибки, исправьте их.

(1)Рыбы - обитатели водной среды. (2) По происхождению и особенностям строения рыб подразделяют на 2 класса: Хрящевые рыбы и Костные рыбы. (3) Заострённая спереди голова слита с туловищем, которое начинается от свободного края жаберных крышек и заканчивается хвостовым отделом. (4) У всех рыб жабры открываются снаружи тела жаберными щелями. (5) Все рыбы имеют плавательный пузырь. (б) Наиболее древние из костных рыб Кистепёрые рыбы. (7) Для них характерны мясистые, покрытые чешуёй плавники, развитая у взрослых рыб хорда, плохо развитый плавательный пузырь и другие особенности.

Объяснение: предложение 3 - тело заканчивается не хвостовым отделом, а анальным отверстием.

Предложение 4 - не у всех рыб жабры открываются снаружи тела жаберными щелями. У многих рыб жабры закрыты жаберными крышками (костные рыбы).

Предложение 5 - плавательные пузырь - специальный орган для приспособления к плаванию, но не все рыбы имеют плавательный пузырь (лососевые).

Для обнаружения и исследования микроорганизмов применяют микроскопы. Световые микроскопы предназначены для изучения микроорганизмов, которые имеют размеры не менее 0,2 мкм (бактерии, простейшие и т. п.) a электронные для изучения более мелких микроорганизмов (вирусы) и мельчайших структур бактерий.
Современные световые микроскопы - это сложные оптические приборы, обращение с которыми требует определенных знаний, навыков и большой аккуратности.
Световые микроскопы подразделяются на студенческие, рабочие, лабораторные и исследовательские, различающиеся по конструкции и комплектации оптикой. Отечественные микроскопы (Биолам", "Бимам", "Микмед") имеют обозначения, указывающие, к какой группе они относятся (С - студенческие, Р - рабочие, Л - лабораторные, И - исследовательские), комплектация обозначается цифрой.

В микроскопе различают механическую и оптическую части.
К механической части относятся: штатив (состоящий из основания и тубусодержателя) и укрепленные на нем тубус с револьвером для крепления и смены объективов, предметный столик для препарата, приспособления для крепления конденсора и светофильтров, а также встроенные в штатив механизмы для грубого (макромеханизм, макровинт) и тонкого
(микромеханизм, микровинт) перемещения предметного столика или тубусодержателя.
Оптическая часть микроскопа представлена объективами, окулярами и осветительной системой, которая в свою очередь состоит из расположенных под предметным столиком конденсора Аббе, зеркала, имеющего плоскую и вогнутую сторону, а также отдельного или встроенного осветителя. Объективы ввинчиваются в револьвер, а соответствующий окуляр, через который наблюдают изображение, устанавливают с противоположной стороны тубуса. Различают монокулярный (имеющий один окуляр) и бинокулярный (имеющий два одинаковых окуляра) тубусы.

Принципиальная схема микроскопа и осветительной системы

1. Источник света;
2. Коллектор;
3. Ирисовая полевая диафрагма;
4. Зеркало;
5. Ирисовая аппертурная диафрагма;
6. Конденбсор;
7. Препарат;
7". Увеличенное действительное промежуточное изображение препарата, образуемое; объективом;
7"". Увеличенное мнимое окончательное изображение препарата, наблюдаемое в окуляре;
8. Объектив;
9. выходной значок объектива;
10. Полевая диафрагма окуляра;
11. Окуляр;
12. Глаз.

Основную роль в получении изображения играет объектив . Он строит увеличенное, действительное и перевернутое изображение объекта. Затем это изображение дополнительно увеличивается при рассматривании его через окуляр, который аналогично обычной лупе дает увеличенное мнимое изображение.
Увеличение микроскопа ориентировочно можно определить, умножая увеличение объектива на увеличение окуляра. Однако увеличение не определяет качества изображения. Качество изображения, его четкость, определяется разрешающей способностью микроскопа , т. е. возможностью различать раздельно две близко расположенные точки. Предел разрешения - минимальное расстояние, на котором эти точки еще видны раздельно,- зависит от длины волны света, которым освещается объект, и числовой апертуры объектива. Числовая апертура, в свою очередь, зависит от угловой апертуры объектива и показателя преломления среды, находящейся между фронтальной линзой объектива и препаратом. Угловая апертура-это максимальный угол, под которым могут попадать в объектив лучи, прошедшие через объект. Чем больше апертура и чем ближе показатель преломления среды, находящейся между объективом и препаратом, к показателю преломления стекла, тем выше разрешающая способность объектива. Если считать апертуру конденсора равной апертуре объектива, то формула разрешающей способности имеет следующий вид:

где R - предел разрешения; - длина волны; NA - числовая апертура.

Различают полезное и бесполезное увеличение. Полезное увеличение обычно равно числовой апертуре объектива, увеличенной в 500-1000 раз. Более высокое окулярное увеличение не выявляет новых деталей и является бесполезным.
В зависимости от среды, которая находится между объективом и препаратом, различают «сухие» объективы малого и среднего увеличения (до 40 х) и иммерсионные с максимальной апертурой и увеличением (90-100 х). «Сухой» объектив - это такой объектив, между фронтальной линзой которого и препаратом, находится воздух.

Особенностью иммерсионных объективов является то, что между фронтальной линзой такого объектива и препаратом помещают иммерсионную жидкость, имеющую показатель преломления такой же, как стекло (или близкий к нему), что обеспечивает увеличение числовой апертуры и разрешающей способности объектива. В качестве иммерсионной жидкости для объективов водной иммерсии используют дистиллированную воду, а для объективов масляной иммерсии-кедровое масло или специальное синтетическое иммерсионное масло. Использование синтетического иммерсионного масла предпочтительнее, поскольку его параметры более точно нормируются, и оно в отличие от кедрового, не засыхает на поверхности фронтальной линзы объектива. Для объективов, работающих в ультрафиолетовой области спектра, в качестве иммерсионной жидкости используют глицерин. Ни в коем случае нельзя пользоваться суррогатами иммерсионного масла и, в частности, вазелиновым маслом.
**Изображение, полученное с помощью линз, обладает различными недостатками: сферической и хроматической аберрациями, кривизной поля изображения и др. В объективах, состоящих из нескольких линз, эти недостатки в той или иной мере исправлены. В зависимости от степени исправления этих недостатков различают объективы ахроматы и более сложные апохроматы. Соответственно объективы, в которых исправлена кривизна поля изображения, называются планахроматами и планапохроматами. Использование этих объективов позволяет получить резкое изображение по всему полю, тогда как изображение, полученное с помощью обычных объективов, не имеет одинаковой резкости в центре и на краях поля зрения. Все характеристики объектива обычно выгравированы на его оправе: собственное увеличение, апертура, тип объектива (АПО - апохромат и т. п.); объективы водной иммерсии имеют обозначение ВИ и белое кольцо вокруг оправы в нижней ее части, объективы масляной иммерсии-обозначение МИ и черное кольцо.
Все объективы рассчитаны для работы с покровным стеклом толщиной 0,17мм.
Толщина покровного стекла особенно влияет на качество изображения при работе с сильными сухими системами (40 х). При работе с иммерсионными объективами нельзя пользоваться покровными стеклами толще 0,17 мм потому, что толщина покровного стекла может оказаться больше, чем рабочее расстояние объектива, и в этом случае, при попытке сфокусировать объектив на препарат, может быть повреждена фронтальная линза объектива.
Окуляры состоят из двух линз и тоже бывают нескольких типов, каждый из которых применяется с определенным типом объектива, дополнительно устраняя недостатки изображения. Тип окуляра и его увеличение обозначены на его оправе.
Конденсор предназначен для того, чтобы сфокусировать на препарате свет от осветителя, направляемый зеркалом микроскопа или осветителя (в случае использования накладного или встроенного осветителя). Одной из деталей конденсора является апертурная диафрагма, которая имеет важное значения для правильного освещения препарата.
Осветитель состоит из низковольтной лампы накаливания с толстой нитью, трансформатора, коллекторной линзы и полевой диафрагмы, от раскрытия, которой зависит диаметр освещенного поля на препарате. Зеркало направляет свет от осветителя в конденсор. Для того чтобы сохранить параллельность лучей, идущих от осветителя в конденсор, необходимо использовать только плоскую сторону зеркала.

Настройка освещения н фокусировка микроскопа

Качество изображения в значительной мере зависит также от правильного освещения. Существует несколько различных способов освещения препарата при микроскопии. Наиболее распространенным является способ установки света по Келеру , который заключается в следующем:
1) устанавливают осветитель против зеркала микроскопа;
2) включают лампу осветителя и направляют свет на плоское (!) зеркало микроскопа;
3)помещают препарат на предметный столик микроскопа;
4) закрывают зеркало микроскопа листком белой бумаги и фокусируют на нем изображение нити лампы, передвигая патрон лампы в осветителе;
5) убирают лист бумаги с зеркала;
6) закрывают апертурную диафрагму конденсора. Перемещая зеркало и слегка передвигая патрон лампы, фокусируют изображение нити на апертурной диафрагме. Расстояние осветителя от микроскопа должно быть таким, чтобы изображение нити лампы было равно диаметру апертурной диафрагмы конденсора (наблюдать апертурную диафрагму можно с помощью плоского зеркала, помещенного с правой стороны основания микроскопа).
7)открывают апертурную диафрагму конденсора, уменьшают отверстие полевой диафрагмы осветителя и значительно уменьшают накал лампы;
8) при малом увеличении (10х), глядя в окуляр, получают резкое изображение препарата;
9)слегка поворачивая зеркало, переводят изображение полевой диафрагмы, которое имеет вид светлого пятна, в центр поля зрения. Опуская и поднимая конденсор, добиваются получения резкого изображения краев полевой диафрагмы в плоскости препарата (вокруг них может быть видна цветная каемка);
10) раскрывают полевую диафрагму осветителя до краев поля зрения, увеличивают накал нити лампы и слегка (на 1/3) уменьшают раскрытие апертурной диафрагмы конденсора;
11)при смене объектива необходимо проверить настройку света.
После окончания настройки света по Келеру нельзя изменять положение конденсораf раскрытие полевой и апертурной диафрагмы. Освещенность препарата можно регулировать только нейтральными светофильтрами или изменением накала лампы с помощью реостата. Излишнее открытие апертурной диафрагмы конденсора может привести к значительному снижению контраста изображения, а недостаточное - к значительному ухудшению качества изображения (появлению диффракционных колец). Для проверки правильности раскрытия апертурной диафрагмы необходимо удалить окуляр и, глядя в тубус, открыть ее таким образом, чтобы она закрывала светящееся поле на одну треть. Для правильного освещения препарата при работе с объективами малого увеличения (до 10х) необходимо отвинтить и снять верхнюю линзу конденсора.
Внимание! При работе с объективами, дающими большое увеличение - с сильными сухими (40х) и иммерсионными (90х) системами, чтобы не повредить фронтальную линзу, при фокусировке пользуются следующим приемом: наблюдая сбоку, опускают объектив макровинтом почти до соприкосновения с препаратом, затем, глядя в окуляр, макровинтом очень медленно поднимают объектив до появления изображения и с помощью микровинта производят окончательную фокусировку микроскопа.

Уход за микроскопом

При работе с микроскопом нельзя применять большие усилия. Нельзя касаться пальцами поверхности линз, зеркал и светофильтров.
Чтобы предохранить внутренние поверхности объективов, а также призмы тубуса от попадания пыли, необходимо всегда оставлять окуляр в тубусе. При чистке внешних поверхностей линз нужно удалить с них пыль мягкой кисточкой, промытой в эфире. Если необходимо, осторожно протирают поверхности линз хорошо выстиранной, не содержащей остатков мыла, полотняной или батистовой тряпочкой, слегка смоченной чистым бензином, эфиром или специальной смесью для чистки оптики. Не рекомендуется протирать оптику объективов ксилолом, так как это может привести к их расклеиванию.
С зеркал, имеющих наружное серебрение, можно только удалять пыль, сдувая ее резиновой грушей. Протирать их нельзя. Нельзя также самостоятельно развинчивать и разбирать объективы - это приведет к их порче. По окончании работы на микроскопе необходимо тщательно удалить остатки иммерсионного масла с фронтальной линзы объектива указанным выше способом. Затем опустить предметный столик (или конденсор в микроскопах с неподвижным столиком) и накрыть микроскоп чехлом.
Для сохранения внешнего вида микроскопа необходимо периодически протирать его мягкой тряпкой, слегка пропитанной бескислотным вазелином и затем сухой мягкой чистой тряпкой.

Помимо обычной световой микроскопии существуют методы микроскопии, позволяющие изучать неокрашенные микроорганизмы: фазово-контрастная , темнопольная и люминесцентная микроскопия. Для изучения микроорганизмов и их структур, размер которых меньше разрешающей способности светового микроскопа используют

Световая микроскопия
Световой микроскоп, главный прибор биологии, представляет собой оптическую систему, состоящую из конденсатора, объектива. Пучок света от источника освещения собирается в конденсаторе и направляется на объект (рис. 1). Пройдя через объект, лучи света попадают в систему линз объектива; они строят первичное изображение, которое увеличивается с помощью линз окуляра. Главная оптическая часть микроскопа, определяющая его основные возможности, - объектив. В современных микроскопах объективы сменные, что позволяет изучать клетки при разных увеличениях. Главной характеристикой микроскопа как оптической системы является разрешающая способность. Изображения, даваемые объективом, можно увеличить во много раз, применяя сильный окуляр или, например, путем проекции на экран (до 105 раз). Вычислено, что разрешающая способность объектива, т.е. минимальное расстояние между двумя точками, которые видны раздельно, будет равно

где? - длина волны света, используемого для освещения объекта; n – коэффициент преломления среды; ? - угол между оптической осью объектива и наиболее отклоняющимся лучом, попадающим в объектив. Разрешение микроскопа зависит от длины волны – чем она меньше, тем меньшего размера деталь мы можем увидеть, и от нумерической апертуры объектива (n sin ?) – чем она выше, тем выше разрешение. Обычно в световых микроскопах используются источники освещения в видимой области спектра (400-700 нм), поэтому максимальное разрешение микроскопа в этом случае может быть не выше 200-350 нм (0,2-0,35 мкм). Если использовать ультрафиолетовый свет (260-280 нм), то можно повысить разрешение до 130-140 нм (0,13-0,14 мкм). Это будет пределом теоретического разрешения светового микроскопа, определяемого волновой природой света. Таким образом, все, что может дать световой микроскоп как вспомогательный прибор к нашему глазу, - это повысить разрешающую способность его примерно в 1000 раз (невооруженный глаз человека имеет разрешающую
способность около 0,1 мм, что равно 100 мкм). Это и есть «полезное» увеличение микроскопа, выше которого мы будем только увеличивать контуры изображения, не открывая в нем новых деталей. Следовательно, при использовании видимой области света 0,2-0,3 мкм является конечным пределом разрешения светового микроскопа.
Но все же в световом микроскопе можно видеть частицы меньшей величины, чем 0,2 мкм. Это метод «темного поля», или, как его называли раньше, метод «ультрамикроскопии». Суть его в том, что подобно пылинкам в луче света (эффект Тиндаля) в клетке при боковом освещении светятся мельчайшие частицы (меньше 0,2 мкм), отраженный свет от которых попадает в объектив микроскопа. Этот метод успешно применяется при изучении живых клеток.
Если же необработанные живые или мертвые клетки рассматривать в проходящем свете, то в них различаются только крупные детали из-за того, что они обладают иным коэффициентом преломления и поглощения световых лучей, чем окружающая среда. Большая
же часть клеточных компонентов мало отличается по этим свойствам как от среды (воды или тканевых растворов), так и друг от друга и поэтому мало заметны и не контрастны. Для их изучения приходится изменять освещенность (теряя при этом в четкости изображения) или применять особые методы и приборы. Один из таких приемов – метод фазово-контрастной микроскопии, широко использующийся для наблюдений за живыми клетками. Он основан на том, что отдельные участки прозрачной в общем клетки хоть мало, но все же отличаются друг от друга по плотности и по светопреломлению. Проходя через них, свет изменяет свою фазу, однако такое изменение фазы световой волны наш глаз не улавливает, так как он чувствителен только к изменению интенсивности света. Последняя зависит от величины амплитуды световой волны. В фазово-контрастном микроскопе в объектив вмонтирована специальная пластинка, проходя через которую луч света испытывает дополнительный сдвиг фазы колебаний. При построении изображения взаимодействуют уже лучи, находящиеся
в одной фазе либо в противофазе, но обладающие разной амплитудой; тем самым создается светло-темное контрастное изображение объекта.
Сходный прием используется в интерференционном микроскопе. Он устроен так, что пучок параллельных световых лучей от осветителя разделяется на два потока. Один из них проходит через объект и приобретает изменения в фазе колебания, другой идет, минуя объект. В призмах объектива оба потока вновь соединяются и интерферируют между собой. В результате интерференции будет строиться изображение, на котором участки клетки, обладающие разной толщиной или разной плотностью, будут отличаться друг от друга по степени контрастности. В этом приборе, измеряя сдвиги фаз, можно определить концентрацию и массу сухого вещества в объекте.
С помощью поляризационного микроскопа изучают объекты, обладающие так называемой изотропией, т.е. упорядоченной ориентацией субмикроскопических частиц (например, волокна веретена деления, миофибриллы и др.). У такого микроскопа перед конденсором
помещается поляризатор, который пропускает световые волны с определенной плоскостью поляризации. После препарата и объектива помещается анализатор, который может пропускать свет с этой же плоскостью поляризации. Поляризатор и анализатор – это призмы, сделанные из исландского шпата (призмы Николя). Если вторую призму (анализатор) повернуть затем на 90о по отношению к первой, то свет проходить не будет. В том случае, когда между такими скрещенными призмами будет находиться объект, обладающий двойным лучепреломлением, т.е. способностью поляризовать свет, он будет виден как светящийся на темном поле. С помощью поляризационного микроскопа можно убедиться, например, в ориентированном расположении мицелл в клеточной стенке растений.
Витальное (прижизненное) изучение клеток
Световой микроскоп позволяет видеть живые клетки. Для кратковременного наблюдения клетки помещают просто в жидкую среду на предметное стекло; если нужно длительное наблюдение за клетками, то
используются специальные камеры. Это или плоские флаконы с отверстиями, закрытыми тонкими стеклами, или же разборные плоские камеры. В качестве объектов можно использовать свободноживущие клетки простейших и других одноклеточных организмов, клетки крови или же разобщенные тканевые клетки многоклеточных организмов как животного, так и растительного происхождения. В любом из этих случаев клетки изучают в специально подобранных средах. Свободноживущие одноклеточные организмы рассматривают и изучают в тех же средах, в которых они живут в естественных условиях или культивируются в лаборатории. Так, для некоторых простейших созданы искусственные среды, на которых они растут и размножаются. Обычно это сбалансированные солевые растворы с добавками микроорганизмов или других простейших, служащих пищей для данного вида организма.
Клетки крови или другие свободные клетки многоклеточных могут изучаться в капле плазмы или в специальных синтетических средах.
Для изучения клеток органов и тканей животных используют
метод клеточных культур. Более простой вариант этого метода заключается в том, что в камеру, наполненную питательной средой (смесь плазмы крови с эмбриональным экстрактом или смесь синтетической среды с добавлением плазмы крови), помещают небольшой кусочек живой ткани. Через некоторое время на периферии такого кусочка начинается деление и рост клеток. В другом случае вырезанный кусочек ткани слегка обрабатывают раствором фермента трипсина или хелатона - версена, что приводит к его диссоциации, к полному разобщению клеток друг от друга. Затем такую взвесь отмытых клеток помещают в сосуд с питательной средой, где они опускаются на дно, прикрепляются к стеклу и начинают размножаться, образуя сначала колонии, а затем сплошной клеточный пласт. Так растут однослойные клеточные культуры, очень удобные для прижизненных наблюдений. Лучше всего для получения первичных культур из тканей животных использовать эмбриональный материал; культуры из клеток взрослых организмов растут очень плохо.

При культивировании клеток вне организма кроме смены среды важно поддерживать и необходимую температуру (около 20о для хладнокровных и около 37о для теплокровных). Обязательным условием культивирования клеток является соблюдение стерильности. Существует целый ряд длительно культивируемых клеток; это специальные клеточные штаммы, приспособившиеся десятилетиями к росту вне организма. Большей частью это клетки опухолевого происхождения или значительно измененные клетки, приобретшие свойства опухолевых клеток.
Сейчас метод культивирования клеток вне организма широко используется не только для цитологических, но и для генетических, вирусологических и биохимических исследований.
В культуре можно выращивать и растительные клетки. Для этого кусочки ткани обрабатываются ферментами, растворяющими клеточные оболочки. Отделившиеся клеточные тела, протопласты, помещают в культуральную среду, где они делятся и образуют зоны размножившихся клеток.
Наблюдения за живыми клетками обычно регистрируются в виде
фотографий, сделанных с помощью специальных фотонасадок к микроскопу. Живые клетки можно снимать и на кинопленку. В ряде случаев такая микрокиносъемка дает очень важную информацию. Применяя ускоренную или замедленную киносъемку (цейтраферная киносъемка), можно подробно видеть протекание таких важных процессов, как деление клеток, фагоцитоз, течение цитоплазмы, биение ресничек и т.д.
Теперь с развитием компьютерных технологий с помощью специальных телекамер возможно получать изображение клеток прямо на мониторе компьютера, записывать их в памяти компьютера, всячески обрабатывать и получать отпечатки на принтерах цветных или черно-белых. Так же возможно использовать такую компьютерную видеотехнику для цейтраферной съемки подвижных объектов.
При исследовании живых клеток используют методы микрохирургии, оперативного воздействия на клетки. С помощью прибора микроманипулятора клетки разрезают, извлекают из них части, вводят вещества (микроинъекция) и т.д. Микроманипулятор совмещается с обычным
микроскопом, в который наблюдают за ходом операции. Микрохирургическими инструментами служат стеклянные крючки, иглы, капилляры, которые имеют микроскопические размеры и изготовляются на специальных приспособлениях – «микрокузницах». При микроманипуляциях клетки помещают в специальные камеры, в которые вводят также инструменты. Так, с помощью микроманипулятора удалось пересадить ядра от одного штамма амебы другому и доказать, что именно клеточное ядро определяет физиологические особенности клетки в целом. С помощью микроманипулятора удалось инъецировать в клетку амебы коллоидное золото, а затем исследовать распределение его частиц в цитоплазме и ядре.
С помощью таких микрохирургических инструментов можно поворачивать в клетках митотические веретена, оттаскивать отдельные хромосомы, вводить в живую клетку меченые антитела или разные белковые молекулы. Кроме механического воздействия на клетки в микрохирургии в последнее время широко применяют микропучки ультрафиолетового
света или лазерные микропучки. Это дает возможность практически моментально инактивировать отдельные участки живой клетки. Так, например, можно инактивировать одно из ядрышек и следить за судьбой второго, интактного. В этом случае показано, что второе ядрышко принимает на себя дополнительную нагрузку и «работает за двоих». С помощью микропучков удается поразить часть митотической хромосомы или участок веретена деления. Оказалось, что поражение центромеры хромосомы выводит последнюю из процесса расхождения хромосом к полюсам клетки во время митоза. Недавно стали применять аппараты с лазерным микролучом, что позволяет очень точно дозировать количество энергии в точке поражения и использовать очень короткие (наносекунды) импульсы облучения.
При изучении живых клеток пытаются их окрашивать с помощью так называемых витальных красителей. Это красители кислой (трипановый синий, литиевый кармин) природы, применяемые при очень большом разведении (1: 200000), следовательно,
влияние красителя на жизнедеятельность клетки минимальное. При окрашивании живых клеток краситель собирается в цитоплазме в виде гранул, а в поврежденных или мертвых клетках происходит диффузное окрашивание цитоплазмы и ядра.
При изучении живых клеток широко используют флуоресцирующие красители и метод флуоресцентной микроскопии. Суть его заключается в том, что целый ряд веществ обладает способностью светиться (флуоресцировать, люминесцировать) при поглощении ими световой энергии. Спектр флуоресценции всегда смещен в сторону больших длин волн по отношению к возбуждающему флуоресценцию излучению. Так, например, выделенный хлорофилл при освещении в ультрафиолетовых лучах светится красным цветом. Этот принцип используется в флуоресцентной микроскопии: рассматривание флуоресцирующих объектов в зоне коротких длин волн. Обычно в таких микроскопах применяются фильтры, дающие освещение в сине-фиолетовой области. Существуют ультрафиолетовые люминесцентные микроскопы.

Собственной флуоресценцией обладают некоторые пигменты (хлорофиллы, бактериальные пигменты), витамины (А и В2), гормоны. Если во флуоресцентный микроскоп рассматривать клетки растений, то на темно-синем фоне будут видны ярко светящиеся красные зерна внутри клетки – это хлоропласты.
Можно применять метод флуоресцентной микроскопии, добавляя живым клеткам флуорохромы (флуоресцирующие вещества). Этот способ сходен с витальным окрашиванием в том смысле, что здесь также используют очень низкие концентрации красителя (1 х 10-4–1 х 10-5). Многие флуорохромы избирательно связываются с определенными структурами клетки, вызывая их вторичную люминесценцию. Так, например, флуорохром акридиновый оранжевый избирательно связывается с нуклеиновыми кислотами. Причем, связываясь в мономерной форме с ДНК, он флуоресцирует зеленым цветом, а в димерной форме с РНК светится красным цветом. Наблюдая за живыми клетками, окрашенными акридиновым оранжевым, видно, что их ядра имеют зеленый цвет свечения, а цитоплазма
и ядрышки святятся красным цветом. Тем самым в живой клетке с помощью этого метода можно видеть локализацию (а в некоторых случаях рассчитывать количество) тех или иных химических веществ. Существуют флуорохромы, избирательно связывающиеся с липидами, слизью, кератином и др.
В живые клетки можно инъецировать также меченые флуорохромами антитела. Так, например, введенные в клетку связанные с флуорохромом антитела к белку тубулину соединяются с микротрубочками, которые теперь можно наблюдать в живых клетках с помощью флуоресцентного микроскопа.
В последнее время начинает широко использоваться для изучения живых клеток или их компонентов сочетание световой микроскопии (особенно фазовоконтрастной) с электроннно-компьютерной обработкой изображения. При этом используется видеозапись с электронной обработкой изображения, которая как бы «убирает» фоновые уровни и выделяет, контрастирует наблюдаемые структуры. Такая методика позволяет на телеэкране видеть такие структуры
как микротрубочки, размер которых (20 нм) намного меньше разрешающей силы светового микроскопа. Применение таких систем не только заменяют цейтраферную киносъемку, вместо которой используется видео-запись, но и позволяет компьютерную обработку изображения: сведения о плотности структур, о их параметрах, числе и трехмерной организации. В сочетании с флуоресцентной микроскопией эти методы открывают огромные перспективы в изучении живых клеток.
Обычные методы световой микроскопии трудно использовать для воспроизведения трехмерной картины изучаемого объекта из-за небольшой глубины резкости микроскопа. Обычно клетки рассматриваются как оптические разрезы на данной глубине фокуса. Для того, чтобы получить полную трехмерную реконструкцию объекта используют специальный конфокальный сканирующий световой микроскоп. С помощью этого прибора получают серии последовательных оптических срезов, взятых с различной глубины и изображения которых накапливаются в компьютере, и по специальной
программе реконструируется трехмерное, объемное, изображение объекта. Обычно используются объекты, окрашенные флуорохромами.
Изучение фиксированных клеток
Несмотря на важность и достаточную простоту витальных наблюдений, большая часть сведений о структуре и свойствах клеток получена на фиксированном материале. Если клетку повредить, она начинает претерпевать ряд изменений, а после смерти клетки в ней активируются автолитические ферменты, что приводит к грубым изменениям клеточной структуры. Следовательно, задачи фиксации – это убить клетку, прекратить активность внутриклеточных ферментов, предотвратить распад клеточных компонентов, а также избежать потери структур и веществ, препятствовать появлению структур, отсутствующих в живой клетке (артефактные структуры). К сожалению, еще не найден такой химический фиксатор, который бы удовлетворял всем этим требованиям.
Часто для фиксации используются альдегиды и их смеси с другими веществами. В качестве фиксаторов применяют также спирты,
вызывающие необратимую денатурацию белков, осаждение нуклеиновых кислот и полисахаридов. Осаждающим действием обладают такие сулемовые фиксаторы и фиксаторы с пикриновой кислотой. Фиксаторы, содержащие четырехокись осмия (OsO4), хорошо сохраняют липиды.
После фиксации объекты в дальнейшем можно подвергать дополнительной обработке. Одной из главных таких обработок является окрашивание клеток. Именно дополнительное окрашивание клеток позволило выявить в них массу деталей.
Стекла с фиксированными мазками одноклеточных организмов или с клетками культуры ткани можно непосредственно помещать в красители. Но для окрашивания клеток в составе органов необходимо получить их срезы. Изучают такие срезы и отдельных клеток.
Для этого после фиксации кусочки органов обезвоживают в спиртах возрастающей концентрации, спирт замещают ксилолом, а ксилол – парафином. Таким образом, фиксированная ткань, минуя высушивание на воздухе, оказывается заключенной в твердую массу парафина, которую можно нарезать.

Срезы толщиной до 5-10 мкм получают на специальном приборе – микротоме. Такие срезы приклеиваются на предметное стекло: парафин растворяется в ксилоле, ксилол удаляется спиртами, которые замещаются водой. Теперь срезы можно окрашивать водными растворами красителей. Для изготовления постоянных препаратов окрашенные срезы снова обезвоживаются и заливаются в канадский бальзам под покровным стеклом, эти препараты можно длительно хранить.
Для окраски фиксированных тканей и клеток применяют различные натуральные и главным образом синтетические красители. Натуральные красители (гематоксилин, кармин и др.) употребляют в сочетании с протравами (окислы различных металлов), с которыми они образуют комплексные соединения (лаки).
Синтетические красители подразделяют на кислые и основные. Основные краски представляют собой соли красящих оснований, содержащие в своем составе аминогруппы, которые и определяют их щелочность. Такие красители образуют солевые связи с
кислотными группами в структурах клетки. Следовательно, участки клеток, богатые кислотными группами, свяжутся с основными красителями, будут, как их называют, базофильными. Кислотные красители содержат в своем составе гидроксильные группы, или группы SO2OH. Структуры клеток с основными (щелочными) свойствами связываются с кислотными красителями и называются ацидо- или оксифильными. Существует множество смесей таких красителей, которые одновременно могут окрашивать различные участки клеток в разные цвета и тем самым повышать контрастность клеточных и внеклеточных компонентов. Таким образом, используя всевозможные красители, исследователи не только добиваются четкости морфологической картины клетки, но получают некоторые сведения о химизме той или иной структуры.
Ряд красочных приемов, направленных на выявление специфических химических веществ, получил название гистохимических и цитохимических. Методов цитохимического анализа очень много.
Существует целый ряд специфических красочных приемов, прямо
выявляющих те или иные вещества. Это собственно гистохимические (цитохимические) реакции. Основные требования, предъявляемые к такого рода реакциям, следующие: специфичность связывания красителя, неизменность локализации вещества.
Примером такого рода цитохимических реакций может быть широко применяемая реакция на ДНК, реакция Фёльгена (рис. 8). Суть ее в том, что после специфического кислотного гидролиза только на ДНК в результате отщепления пуринов на дезоксирибозе образуются альдегидные группы. Эти группы могут взаимодействовать со специфическим индикатором, реактивом Шиффа (обесцвеченное основание фуксина), давая красное окрашивание в местах локализации ДНК. Связывание красителя в этом случае строго количественное, что позволяет не только обнаружить и указать места, где есть ДНК, но и измерить ее количество. Используя этот же принцип выявления альдегидных групп, можно в клетках видеть расположение полисахаридов после гидролиза их периодной кислотой (так называемая PAS-реакция).

Также специфически можно определить локализацию белков реакциями на отдельные аминокислоты (тирозин, триптофан, аргинин и др.). Липиды и жиры обнаруживают в клетках специальными красителями (судан черный), хорошо растворяющимися и аккумулирующимися в жировых включениях.
Целая группа цитохимических реакций связана с обнаружением ферментов. Общий принцип этих реакций в том, что в микроскоп видны не сами белковые ферменты, а места их локализации, которые обнаруживаются по продуктам их специфической ферментативной активности.
Количество конечного продукта цитохимической реакции можно определить с помощью метода цитофотометрии. Основу его составляет определение количества химических веществ по поглощению ими света определенной длины волны. Было найдено, что интенсивность поглощения лучей пропорциональна концентрации вещества при одной и той же толщине объекта. Следовательно, оценивая степень поглощения света данным веществом, можно узнать его количество. Для такого рода исследований используют
приборы – микроскопы-цитофотометры; у них за объективом расположен чувствительный фотометр, регистрирующий интенсивность прошедшего через объект светового потока. Зная площадь или объем измеряемой структуры и значение поглощения, можно определить как концентрацию данного вещества, так и его абсолютное содержание. Широко используется метод цитофотометрии при определении количества ДНК на клетку после реакции Фёльгена. В данном случае фотометрируется не сама ДНК, а содержание красно окрашенного фуксина, количество которого прчямо пропорционально содержанию ДНК. Сравнивая полученные величины поглощения со стандартами, можно получить точные значения количества ДНК, выраженные в граммах. Этот метод позволяет измерять количество ДНК до 10-12 – 10-14 г, в то время как микрохимические методы имеют чувствительность не более 10-6 г. С помощью цитофотометрии содержание ДНК в клетках определяется намного точнее обычных биохимических методов.
Количественную оценку получают не только поглощающие свет
объекты и вещества, но и излучающие (светящиеся). Так, разработаны приемы количественной флурометрии, позволяющие по степени свечения определить содержание веществ, с которыми связываются флуорохромы.
Для выявления специфически белков применяют иммунохимические реакции с использованием флуоресцирующих антител. Этот метод иммунофлуоресценции обладает очень большой специфичностью и чувствительностью. Его можно использовать для выявления не только белков, но и отдельных последовательностей нуклеотидов в ДНК или для определения мест локализации РНК-ДНК гибридных молекул. Для этого сначала на белок (например, тубулин) получают специфические сыворотки, содержащие антитела. Очищенные антитела химически соединяют с флуорохромами. Такие препараты наливают на объекты и с помощью люминесцентного микроскопа по свечению флуорохрома находят места локализации искомых белков в клетке. Однако для того, чтобы меченные флуорохромами антитела проникли в клетку, необходимо плазматическую мембрану
сделать проницаемой. Обычно это достигается фиксацией клеток и частичной экстракцией липидов из мембран. Для изучения с помощью этого метода цитоскелетных белков прибегают к растворению клеточных мембран различными детергентами.
Для выяснения локализации мест синтеза биополимеров, для определения путей переноса веществ в клетке, для наблюдения за миграцией или свойствами отельных клеток широко используют метод радиоавтографии – регистрации веществ, меченных изотопами (рис. 9). Принцип этого метода очень прост, он повторяет метод Беккереля, открывшего радиоактивный распад. При радиоавтографическом исследовании клеткам в среду вводится предшественник одного из макромолекулярных соединений (например, аминокислота или нуклеотид), один из атомов которого замещен радиоактивным изотопом. Например, вместо 12С введен атом 14С, вместо водорода – тритий 3Н и др. В процессе синтеза в биополимер включится и меченая молекула предшественника. Регистрировать ее место
в клетке можно с помощью фотоэмульсии. Если клетки в пласте или на срезе покрыть фотоэмульсией, то через некоторое время в результате распада изотопа – частицы, разлетающиеся хаотично в разных направлениях, попадут в зону чувствительного фотослоя и активируют в нем зерна бромистого серебра. Чем больше будет время экспозиции, т.е. контакта такой меченой клетки с фотоэмульсией, тем больше зерен AgBr будет засвечено. После экспозиции надо проявить препарат, при этом происходит восстановление серебра только в засвеченных гранулах, при фиксации препарата незасвеченные гранулы AgBr растворяются. В результате из массы гранул, которые покрывали объект, останутся только те, которые были активированы?-излучением. Просматривая в микроскоп такие препараты, поверх которых нанесен слой фотоэмульсии, исследователь находит места локализации зерен серебра, которые располагаются напротив мест, где содержится меченое вещество (рис. 9).
Этот метод имеет ограничения: точность его будет зависеть
от величины зерна AgBr и от энергии частицы. Чем больше величина зерна, тем с меньшей точностью можно узнать место расположения изотопа. И чем выше энергия частицы и длиннее ее пробег, тем дальше от места распада будет происходить активация зерен AgBr . Поэтому для метода радиоавтографии используют особые мелкозернистые фотоэмульсии (0,2-0,3 мкм) и изотопы с малой энергией?-частиц, главным образом изотоп водорода, тритий (3Н). Тритием могут быть мечены любые предшественники биологических макромолекул: нуклеотиды, аминокислоты, сахара, жирные кислоты. Используются также для радиоавтографических исследованных меченые гормоны, антибиотики, ингибиторы и др. Радиоавтографически нельзя изучать растворимые в воде соединения, так как в процессе обработки клеток водными растворами (фиксация, проявление и т.д.) они могут потеряться. Другим ограничением метода является достаточно высокая концентрация данных веществ, так как при низкой концентрации радиоактивного вещества время экспозиции увеличивается, при этом растет
опасность появления фона засвеченных гранул AgBr за счет космического излучения.
Метод радиоавтографии – один из основных методов, позволяющих изучать динамику синтетических процессов, сравнить их интенсивность в разных клетках на одном и том же препарате. Так, например, с помощью этого метода при использовании меченых предшественников РНК было показано, что вся РНК синтезируется только в интерфазном ядре, а наличие цитоплазматической РНК является результатом миграции синтезированных молекул из ядра.
Метод радиоавтографии используется также для определения расположения определенных типов нуклеиновых кислот или отдельных нуклеотидных последовательностей в составе клеточных ядер или хромосом – метод молекулярной гибридизации. Для этого раствор с меченной нуклеиновой кислотой (например с рибосомной РНК) или с ее фрагментом (например, с сателитной ДНК) наносят на препарат, предварительно обработанный так, чтобы денатурировать ДНК (разорвать водородные связи в нативной ДНК) в составе
хромосом или ядер, что достигается щелочной или температурной обработкой образца,. В процессе ренатурации ДНК происходит образование молекулярного гибрида между меченой нуклеиновой кислотой из раствора и комплементарным ему участком ДНК в препарате. Место такой гибридизации определяется радиоавтографически. Этот метод молекулярной гибридизации нуклеиновых кислот позволяет с большой точностью локализовать на хромосоме места с данной нуклеотидной последовательностью или даже расположение определенных генов.
Метод молекулярной гибридизации нуклеиновых кислот используется также при окраске их флуорохромами. Например, если выделенную ядрышковую ДНК, ответственную за синтез рибосомных РНК, предварительно связать с каким-либо флуорохромом, то после проведения ренатурации ДНК на препаратах с этой флуоресциирующей рибосомной ДНК, можно видеть, что флуоресценция будет наблюдаться только в ядрышках интерфазных клеток или только в зонах ядрышковых организаторов митотических хромосом. Таким образом
можно в клетках локализовать любые последовательности ДНК и даже расположение в ядрах отдельных хромосом. Этот прием называется FISH-метод (флуоресцентная in situ гибридизация).
Электронная микроскопия
Рассматривая характеристики светового микроскопа, можно убедиться, что единственным путем увеличения разрешения оптической системы будет использование источника освещения, испускающего волны с наименьшей длиной. Таким источником может быть раскаленная нить, которая в электрическом поле выбрасывает поток электронов, последний можно фокусировать, пропуская через магнитное поле. Это послужило основой для создания электронного микроскопа, в котором уже сейчас достигнуто разрешение в 1 А (0,1 нм). По принципу конструкции электронный микроскоп очень сходен с оптическим: в нем есть источник освещения (катод электронной пушки), конденсорная система (конденсорная магнитная линза), объектив (объективная магнитная линза), окуляр (проекционные магнитные линзы), только вместо
сетчатки глаза электроны попадают на люминесцирующий экран или на фотопластинку (рис. 7).
Основная часть такого микроскопа представляет собой полый цилиндр (колонка микроскопа), из которого откачан воздух для того, чтобы не было взаимодействия электронов с молекулами газов и окисления вольфрамовой нити накаливания в катоде электронной пушки. Между катодом и анодом подается высокое напряжение (от 50 до 200-5000 кВ), что служит причиной ускорения электронов. В центре анода есть отверстие, проходя через которое электроны формируют пучок, идущий вниз по колонке микроскопа. Линзы электронного микроскопа представляют собой электромагниты, поле которых может изменять путь электронов (как стеклянные линзы изменяют путь фотонов). В конденсорной линзе пучок электронов фиксируется и попадает на объект, с которым электроны взаимодействуют, отклоняются, рассеиваются, поглощаются или проходят без изменения. Электроны, прошедшие через объект, фокусируются объективной линзой, которая формирует
увеличенное первичное изображение объекта. Так же как в световом микроскопе, объективная линза определяет его основные показатели. Первичное изображение увеличивается проекционной линзой и проецируется на экран, покрытый люминесцентным слоем, светящимся при попадании на него электронов. Вместо светящегося экрана изображение можно поместить на фотопластинку и получить снимок.
Напряжение, которое используется для ускорения электронов в большинстве просвечивающих (трансмиссионных) электронных микроскопов, достигает 50-150 кВ. При напряжении в 50 кВ электрон обладает длиной волны в 0,05 А, и в этом случае теоретически можно было бы получить разрешение в 0,025 А (d ~ 0,5 ?). Однако в современных конструкциях электронных микроскопов достигается разрешение около 1 А из-за недостаточной стабильности напряжения, стабильности тока линз, неоднородности металла магнитных линз и других несовершенств прибора (теоретически возможно еще повысить разрешение электронного микроскопа
в 100 раз). Но и достигнутое разрешение огромно (вспомним, что величина О-Н связи в молекуле воды равна 0,99 А): оно сейчас уже в 106 раз выше разрешающей способности глаза!
На экранах и фотопластинках электронных микроскопов можно получить увеличение до 50 000 раз, в дальнейшем при фотопечати можно получить еще 10-кратное увеличение, так что конечное увеличение, при котором максимально реализуется разрешение, может достигать 106 раз (например, если 1 мм увеличить в 106 раз, то он достигнет длины в 1 км).
В настоящее время электронно-микроскопическое изображение с флуоресцирующего экрана с помощью цифровой телекамеры передается прямо в компьютер, где на экране монитора его можно обрабатывать различным образом (изменять увеличение, контрастность изображения, применять денситометрию, плани- и морфометрию отдельных компонентов). Используя принтер можно получить отпечатки полученных изображений.
Максимальное разрешение электронного микроскопа (ЭМ) реализуется
сейчас только при исследовании металлов или кристаллических решеток. На биологических объектах такого разрешения получить пока не удается из-за низкой контрастности объекта. Биологические объекты для исследования в ЭМ помещаются на медные сеточки, покрытые тонкими пленками – подложками (формвар, коллодий, углерод), состоящими в основном из углерода. Биологические объекты также в основном содержат углерод и, следовательно, мало по плотности будут отличаться от фона, будут мало контрастны. Показано, что минимальная толщина биологического объекта с плотностью около 1 г/см3, выявляемого при ускоряющем напряжении в электронном микроскопе 50 кВ, равна 50 А. Вирусы, расположенные на поддерживающей пленке, будут видны в этом случае в виде бесструктурных пятен, а молекулы нуклеиновых кислот (толщина ДНК равна 20 А) вообще не видны из-за низкого контраста. Контраст биологических объектов можно повысить, используя тяжелые металлы или их соли.
Контрастирование корпускулярных объектов

Корпускулярными объектами можно назвать частички вирусов, фагов, выделенные клеточные компоненты (рибосомы, мембраны, вакуоли и т.д.), макромолекулы.
Одним из широко распространенных методов контрастирования биологических объектов является оттенение металлами. В этом случае в специальных вакуумных установках производится термическое испарение металла. При этом атомы металла разлетаются от места испарения по прямым траекториям. Встречаясь с объектом, они осаждаются на нем в виде слоя; его толщина будет больше в местах, перпендикулярных направлению полета частиц металла. В участках, где объект экранирует пучок частиц, возникнут «тени». Таким образом, напыленная часть объекта обладает большей плотностью, чем напыленная подложка (фон), и поэтому объект будет виден. Этот метод широко применяется не только для контрастирования вирусов, рибосом, но и для достаточно тонких молекул нуклеиновых кислот. Минус этого метода в том, что он приводит к увеличению размеров объекта на толщину
напыленного слоя, который в лучшем случае достигает 10-15 А. Другой недостаток его в том, что он дает информацию только о внешнем виде и объеме частиц. Для контрастирования оттенением используется платина, палладий, их сплавы, уран.
При негативном контрастировании объектов растворами солей тяжелых металлов применяют молибденовокислый аммоний, уранилацетат, фосфорно-вольфрамовую кислоту (ФВК) (рис. 10). Если водные растворы таких веществ смешать с биологическими объектами, а затем их нанести на пленки-подложки и высушить, то объекты (например, вирусы или белковые комплексы) окажутся как бы погруженными в тонкий слой аморфного вещества высокой плотности. В электронном микроскопе они выглядят как светлые объекты на темном фоне (как фотонегатив). Преимущества метода в том, что растворенные соли могут проникать в глубь объекта и выявлять дополнительные его детали. Негативное контрастирование широко применяется при изучении вирусов, ферментных комплексов мембран. Нитчатые молекулы нуклеиновых кислот этим методом
выявляются плохо из-за их малой толщины.
Соли тяжелых металлов можно использовать при так называемом позитивном контрастировании. В этом случае контрастирующее вещество связывается со структурой, повышает ее электронную плотность. Часто для позитивного контрастирования нуклеиновых кислот используют растворы уранилацетата в спирте или в ацетоне. Уранилацетат, контрастируя нуклеиновые кислоты, хорошо прокрашивает центральные полости сферических вирусов, значительно повышает контраст рибосом и позволяет видеть тонкие нити выделенных нуклеиновых кислот.
Ультрамикротомия
При изучении объектов в электронном микроскопе возникает еще одно осложнение – это их толщина. Дело в том, что при прохождении пучка электронов через объект часть электронов поглощается, что приводит к нагреванию объекта и к его деформации. Поэтому необходимо иметь тонкие объекты (не выше 0,1 мкм). Другое ограничение заключается в том, что даже если мы будем рассматривать неизменяющиеся объекты большой толщины (около
0,5-1 мкм), что в принципе возможно (например, в мегавольтном электронном микроскопе, см. ниже), то на конечном изображении будут наслаиваться проекции структур, располагающихся на разных уровнях по толщине объекта. Тем самым изучать в трансмиссионных микроскопах внутреннее строение целых клеток плохо и неудобно. Выход из этого положения аналогичен тому, что было найдено для световой микроскопии, - делать срезы очень малой толщины, ультратонкие срезы (0,05-0,10 мкм).
Процедура их изготовления в принципе сходна стой, что используется в световой микроскопии. Клетки и ткани для этого сначала фиксируют. В качестве фиксаторов используются буферные растворы глутарового альдегида или четырехокиси осмия. Наиболее часто применяется двойная фиксация: сначала глутаровый альдегид, а затем осмий, который как тяжелый металл контрастирует клеточные структуры. Затем, после обезвоживания, ткани пропитываются эпоксидными смолами или другими пластиками в жидкой, мономерной
форме. При полимеризации таких пластмасс пропитанный ими объект оказывается заключенным в твердые блоки, которые уже можно резать на тонкие срезы. Здесь возникают две проблемы: где взять идеальные ножи, изъяны которых не сказывались бы при изучении клеток на почти молекулярных уровнях, и как изготовить срезы толщиной в сотые доли микрона. Первая задача была решена таким образом: оказалось, что идеально острой и без зазубрин режущей поверхностью обладают сколы стекла (рис. 11). Но стеклянные ножи очень недолговечны, их используют только один раз. Применяют алмазные ножи: это специальным образом заточенные мелкие алмазы, они служат в течение нескольких лет.
Проблема изготовления сверхтонкого среза была решена тоже, казалось бы, просто – это термическая подача объекта. Блок с заключенным в пластмассу объектом крепится на металлическом стержне, который нагревается и тем самым продвигает объект вперед на определенную величину за известное время. И если эту термическую подачу согласовать с ритмическими циклами
резания, то можно получить серии срезов заданной толщины. Это достигается при использовании специальных приборов – ультрамикротомов. Существуют конструкции ультрамикротомов, где подача объекта осуществляется механически.
Площадь получаемых ультратонких срезов обычно очень мала (0,1-1 мм2), поэтому все операции при ультрамикротомировании идут под микроскопическим контролем. Срезы, смонтированные на сетках с подложкой, необходимо дополнительно контрастировать – «окрашивать» с помощью солей тяжелых металлов. В этом случае используют также соли свинца и урана, которые связываясь с внутриклеточными структурами на срезе, позитивно их контрастируют.
Техника изготовления ультратонких срезов открыла огромные возможности для применения электронной микроскопии буквально во всех областях биологии и медицины
Этот метод позволяет применять цитохимические приемы на уровне электронной микроскопии: в данном случае необходимо, чтобы продукты реакции были электронноплотными, отклоняли
бы электроны. Кроме того, реакции не должны приводить к появлению артефактных картин уже на ультраструктурном уровне. Число цитохимических методов в электронной микроскопии пока не велико, но это направление интенсивно разрабатывается.
В электронно-микроскопических исследованиях оказалось возможным применить методы радиоавтографии. В этом случае используются сверхтонкозернистые эмульсии (величина гранул около 0,02-0,06 мкм). Недостатком этого метода является очень большое время экспозиции, в некоторых случаях достигающие нескольких месяцев.
Все большее применение получают методы приготовления ультратонких срезов без фиксации и заливки клеток в твердые пластмассы. Это методы криоультрамикротомии, т.е. получение срезов с замороженных тканей, моментально охлажденных до температуры жидкого азота (-196оС). При этом происходит практически одномоментное торможение всех метаболических процессов, а вода из жидкой фазы переходит в твердую, но не кристаллическую,
ее молекулярная структура беспорядочна (стекловидное состояние). Такие твердые блоки при температуре жидкого азота можно резать на ультратонкие срезы (нож при этом также охлажден). Полученные срезы используют для выявления в них активности ферментов, для проведения на них иммунохимических реакций, для ферментативного переваривания и т.п.
Для проведения иммунохимических исследований используют антитела, связанные с частицами коллоидного золота, локализация которого на препаратах и указывает на места расположения искомого антигена.
Изучение срезов, полученных на криоультратомах, показало, что общая структура и композиция клеточных компонентов в данном случае мало отличаются от того, что видно при использовании химической фиксации и обычных приемов получения ультратонких срезов. Следовательно, те структуры, которые имеют одинаковую композицию при разных методах обработки материала, по-видимому, близки к своему прижизненному строению, не являются артефактными.

В пользу этого говорят данные по исследованию клеток с помощью иных приемов электронной микроскопии.
Для изучения структуры различных мембранных компонентов клетки используется метод замораживания–скалывания. Он заключается в том, что объект сначала быстро замораживают жидким азотом, а затем при той же температуре переносят в специальную вакуумную установку. Там замороженный объект механическим способом скалывается охлажденным ножом. При этом обнажаются внутренние зоны замороженных клеток В вакууме часть воды, перешедшей в стекловидную форму, возгоняется («травление»), а поверхность скола последовательно покрывается тонким слоем испаренного углерода, а затем металла. Таким образом с замороженного и сохраняющего прижизненную структуру материала получают реплику с его скола (рис. 12). Затем уже в условиях комнатной температуры ткань или клетки растворяют в кислотах, но пленка-реплика при этом остается цела, ее изучают в электронном микроскопе. Этот метод имеет два преимущества: изучают реплики со сколов
нативных образцов; исследуют рельеф поверхности мембран клетки, что недостижимо другими методами. Оказалось, что и в этом случае общая организация клетки и ее компонентов сходна с тем, что мы видим при химической фиксации или при криотомии. Этот метод позволил увидеть, что как на поверхности, так и в толщине клеточных мембран располагаются глобулы интегральных белков, что мембраны не однородны по своей структуре.
Метод получения реплик с микрорельефа образца широко применяется при изучении фибриллярных компонентов клетки. Так при изучении цитоскелета клеток культуры ткани или форменных элементов крови клетки обрабатывают детергентами для того, чтобы растворить все мембраны. Это приводит к тому, что из клетки вымываются все компоненты, кроме фибриллярных белковых компонентов цитоскелета и материалы ядра. Такие препараты затем фиксируются, обезвоживаются и специальным образом сушатся. Вслед за этим сухие препараты напыляются углеродом и контрастируются распылением
тяжелых металлов, после чего такая реплика снимается со стекла, на котором росли клетки, и просматривается в трансмиссионном электронном микроскопе.
Другие специальные методы электронной микроскопии биологических объектов
В последнее время начинают применять методы высоковольтной (вернее, сверхвысоковольтной) микроскопии. Сконструированы приборы с ускоряющим напряжением 1-3 млн. вольт. Это очень дорогие приборы, что сдерживает их широкое применение. Преимущество этого класса электронных микроскопов не в том, что на них можно получить более высокое разрешение (при более короткой длине волны электронов), а в том, что при высокой энергии электронов, которые меньше поглощаются объектом, можно просматривать образцы большой толщины (1-10 мкм). Дополнительное использование стереоскопической съемки позволяет получить информацию о трехмерной организации внутриклеточных структур с высоким их разрешением (около 0,5 нм).
Метод сканирующей (растровой) электронной микроскопии позволяет
изучать трехмерную картину поверхности клетки. При сканирующей электронной микроскопии тонкий пучок электронов (зонд) пробегает по поверхности объекта и полученная информация передается на электронно-лучевую трубку. Изображение может быть получено в отраженных или вторичных электронах. При этом методе фиксированный и специальным образом высушенный объект покрывается тонким слоем испаренного металла (чаще всего золота), отражаясь от которого электроны попадают в приемное устройство, передающее сигнал на электронно-лучевую трубку. Благодаря огромной глубине фокуса сканирующего микроскопа, которая значительно больше, чем у просвечивающего, получается почти трехмерное изображение исследуемой поверхности. Разрешающая способность этого типа приборов несколько ниже, чем у просвечивающих электронных микроскопов, но уже сейчас выпускаются приборы с разрешением 3-5 нм (рис. 13).
С помощью растровой электронной микроскопии можно получить информацию о химическом составе в тех или иных участках
клеток. Так, метод рентгеноспектрального микроанализа основан на идентификации и количественной оценке содержания химических элементов по спектрам характеристического рентгеновского излучения, возникающего при взаимодействии первичных электронов с атомами объекта. Для получения такой информации, конечно, объекты не следует покрывать слоем металла, как при обычном методе сканирующей электронной микроскопии. Более того, объект нужно подготовить так, чтобы не было потери или дополнительного внесения элементов. Для этого используют быстро замороженные и высушенные в вакууме объекты.
Фракционирование клеток
В цитологии широко применяют различные методы биохимии, как аналитические, так и препаративные. В последнем случае можно получить в виде отдельных фракций разнообразные компоненты и изучать их химический состав, ультраструктуру и свойства. Так, в настоящее время в виде чистых фракций получают практически любые клеточные органеллы и структуры: ядра, ядрышки, хроматин,
ядерные оболочки, плазматическую мембрану, вакуоли эндоплазматического ретикулума, его рибосомы, рибосомы гиалоплазмы, аппарат Гольджи, митохондрии, их мембраны, пластиды, пероксисомы, микротрубочки и т.д., и т.п. В последнее время получены чистые фракции центриолей и ядерных пор.
Получение клеточных фракций начинается с общего разрушения клетки, с ее гомогенизации. Затем из гомогенатов уже можно выделять фракции. Одним из основных способов выделения клеточных структур является дифференциальное (разделительное) центрифугирование. Принцип его применения в том, что время для осаждения частиц в гомогенате зависит от их размера и плотности: чем больше частица или чем она тяжелее, тем быстрее она осядет на дно пробирки. Чтобы ускорить этот процесс оседания, используют ускорения, создаваемые центрифугой. При центрифугировании раньше всего и при небольших (1-3 тыс. g)ускорениях осядут ядра и неразрушенные клетки, при 15-30 тыс. g осядут крупные частицы, макросомы, состоящие из митохондрий, мелких пластид,
пероксисом, лизосом и др., при 50 тыс. g осядут микросомы, фрагменты вакуолярной системы клетки. При повторном дробном центрифугировании этих смешанных подфракций можно получить чистые фракции. Так, при разделении макросомной подфракции получают отдельно митохондрии, лизосомы, пероксисомы. При разделении микросом можно получить фракцию мембран аппарата Гольджи, фрагментов плазматической мембраны, вакуолей, гранулярного ретикулума. В случаях более тонкого разделения фракций используют центрифугирование в градиенте плотности сахарозы, что позволяет хорошо разделить компоненты, даже незначительно отличающиеся друг от друга по удельной массе.
Полученные фракции, прежде чем их анализировать биохимическими способами, необходимо проверить на чистоту с помощью электронного микроскопа.
Получение отдельных клеточных компонентов дает возможность изучать их биохимию и функциональные особенности. Так можно создать бесклеточную систему для рибосом, которые будут
синтезировать белок по заданной экспериментатором информационной РНК, выделенные митохондрии в подобранных условиях могут осуществлять синтез АТФ, на выделенном хроматине при участии соответствующих ферментов может происходить синтез РНК и т.д.
В последнее время применяются бесклеточные системы для воссоздания клеточных надмолекулярных структур. Так, используя очищенные от гранул желтки, экстракты цитоплазмы яиц земноводных или яиц морских ежей, можно получить ядра с ядерной оболочкой из введенной в эту бесклеточную систему чужеродной ДНК (например ДНК бактериофага). Такая ДНК связывается с белками-гистонами, которые есть в избытке в таком экстракте, образуется хроматин (дезоксирибонуклеопротеид), который покрывается двойной мембранной оболочкой, несущей даже ядерные поры. Такие модельные системы помогают изучать тонкие, интимные процессы, например транспорт макромолекул из цитоплазмы в ядро и наоборот. В цитоплазматических экстрактах яиц земноводных и иглокожих
такие ядра могут периодически делиться путем митоза. Эти модели внесли огромный вклад в расшифровку природы регуляции клеточного цикла.
Большой вклад в биологию клетки вносят методы клеточной инженерии. Было найдено, что различные живые клетки могут сливаться друг с другом, если специальными способами обработать их плазматические мембраны. Так можно слить эритроцит курицы и лимфоцит человека. При этом получается двуядерная клетка, гетерокарион, в котором происходит активация ядра куриного эритроцита (рис.14). Если гетерокарион образуется из близкородственных клеток (например, мыши и хомячки), то при вступлении их в митоз хромосомы могут объединиться в одну метафазную пластинку. После разделения такой клетки получится истинно гибридная клетка. Другие приемы позволяют конструировать клетки из разных по происхождению ядер и цитоплазмы (рис. 15). Так, разрушив актиновый компонент цитоскелета и подвергнув клетки центрифугированию можно клетку разделить на две части: ядро
с узким ободком цитоплазмы – кариопласт и на оставшуюся часть цитоплазмы – цитопласт. Затем используя разные кариопласты и цитопласты, можно создавать разные комбинации реконструированных клеток.
Методы клеточной инженерии широко применяются не только в экспериментальной биологии, но и в биотехнологических целях. Например, при получении моноклональных антител используются клеточные гибриды между лимфоцитами иммунизированных животных и интенсивно размножающимися клетками миеломы. Полученные первичные дикарионы образуют истинные гибридные клетки, которые интенсивно размножаются за счет генома опухолевых миеломных клеток, и одновременно выделяют большое количество антител, за счет работы генома иммунизированных лимфоцитов. Этот прием позволяет получать большое число гибридомных клеток, вырабатывающих большие количества необходимых антител.
Нет необходимости приводить описание всех методов и приемов, используемых в цитологии для изучения строения, химии и
функций клеток или их компонентов. Этого краткого обзора достаточно для того, чтобы показать богатство арсенала методов в цитологии, позволяющих давать точный анализ, начиная от формы, общего вида и размера клетки, кончая молекулярной композицией ее отдельных частей.

Лекция 13. Микроскопия как метод исследования клеток и тканей.

1. Световая микроскопия.

2. Электронная микроскопия.

Современная цитология располагает многочисленными и разнообразными методами исследования, без которых было бы невозможно накопление и совершенствование знаний о строении и функциях клеток. В настоящей главе мы познакомимся лишь с основными, наиболее важными методами исследования.

Современный световой микроскоп представляет весьма совершенный прибор, который до сих пор имеет первостепенное значение в изучении клеток и их органоидов. С помощью светового микроскопа достигается увеличение в 2000-2500 раз. Увеличение микроскопа зависит от его разрешающей способности, т. е. наименьшего расстояния между двумя точками, которые видны раздельно.

Чем меньше частица, видимая в микроскоп, тем больше его разрешающая способность. Последняя, в свою очередь, определяется апертурой объектива (апертура - действующее отверстие оптической системы, определяемое размерами линз или диафрагмами) и длиной волны света.

Определение разрешающей способности микроскопа производится по формуле: а = 0,6 ,где а -- минимальное расстояние между двумя точками; -- длина волны света; п -- показатель преломления среды, находящейся между препаратом и первой, т. е. фронтальной, линзой объектива; a -- угол между оптической осью объектива и наиболее сильно отклоняющимся лучом, попадающим в объектив, или угол дифракции лучей.

Величина, указанная в знаменателе дроби (n sin a), постоянна для каждого объектива и называется его численной апертурой. Численная апертура, а также увеличение гравируются на оправе объектива. Соотношение между численной апертурой и минимальным разрешаемым расстоянием таково: чем больше численная апертура, тем меньше это расстояние, т. е. тем выше разрешение микроскопа.

Повышение разрешающей способности микроскопа, совершенно необходимое для исследования деталей строения клетки, достигается двумя путями:

1) увеличением численной апертуры объектива;

2) уменьшением длины волны света, которым освещается препарат.

С целью увеличения численной апертуры применяются иммерсионные объективы. В качестве жидкостей служат: вода (я=1,33), глицерин (я=1,45), кедровое масло (/1=1,51) по сравнению с п воздуха, равным 1.

Поскольку показатель преломления иммерсионных жидкостей больше 1, то численная апертура объектива повышается и в него могут попадать лучи, составляющие с оптической осью объектива больший угол, чем в том случае, когда между фронтальной линзой объектива и препаратом находится воздух.

Второй путь увеличения разрешающей способности микроскопа заключается в применении ультрафиолетовых лучей, длина волны которых меньше длины волны лучей видимого света.

Однако разрешающая способность микроскопа может быть повышена только до определенного предела, ограниченного длиной световых волн. Наименьшие частицы, которые хорошо видны в современный световой микроскоп, должны иметь величину больше "/з длины волны света. Это значит, что при использовании видимой части дневного света с длиной волны от 0,004 до 0,0007 мм в микроскоп будут видны частицы не меньше 0,0002-0,0003 мм. Следовательно, с помощью современных микроскопов удается рассмотреть те детали строения клетки, которые имеют величину не меньше 0,2-0,3 мк.

В настоящее время создано много разнообразных моделей световых микроскопов. Они обеспечивают возможность многостороннего исследования клеточных структур и их функции.

Биологический микроскоп. Биологический микроскоп (МБИ-1, МБИ-2, МБИ-3, МБР и др.) предназначен для изучения препаратов, освещаемых проходящим светом. Именно этот тип микроскопа наиболее широко распространен для изучения строения клеток и других объектов.

Однако с помощью биологического микроскопа удается детально изучить главным образом фиксированные и окрашенные препараты клеток. Большинство живых неокрашенных клеток в проходящем свете бесцветны и прозрачны (они не поглощают света), п их не удается рассмотреть подробно.

Фазовоконтрастная микроскопия . Контрастное изображение препаратов живых клеток, почти невидимых при наблюдении их в биологическом микроскопе, дает фазовоконтрастное устройство).

Метод фазового контраста основан на том, что отдельные участки прозрачного препарата отличаются от окружающей среды по показателю преломления. Поэтому проходящий через них свет распространяется с различной скоростью, т. е. испытывает смещение фаз, что выражается в изменении яркости. Фазовые изменения световых волн превращаются в световые колебания разной амплитуды, и получается воспринимаемое глазом контрастное изображение препарата, в котором распределение освещённостей соответствует распределяет широкие возможности в изучении живых клеток, их органоидов и включений в неповрежденном состоянии. Это обстоятельство играет важную роль, так как фиксация и окраска клеток, как правило, повреждает клеточные структуры.

Фазовоконтрастное устройство к биологическому микроскопу состоит из набора фазовых объективов, отличающихся от обычных наличием кольцеобразной фазовой пластинки, конденсора с набором кольцевых диафрагм и вспомогательного микроскопа, который увеличивает изображение кольцевой диафрагмы н фазовой пластинки при их совмещении.

Интерференционная микроскопия. Метод интерференционного контраста близок к методу фазовоконтрастной микроскопии и дает возможность получать контрастные изображения неокрашенных прозрачных живых клеток, а также вычислить сухой вес клеток. Специальный интерференционный микроскоп, применяемый для этих целей, устроен так, что пучок параллельных световых лучей, идущих от источника света, разделяется на две параллельные ветви -- верхнюю и нижнюю.

Нижняя ветвь проходит через препарат, и фаза ее светового колебания изменяется, а верхняя волна остается неизменной. За препаратом, т.е. в призмах объектива, обе ветви вновь соединяются и интерферируют между собой. В результате интерференции участки препарата, обладающие различной толщиной или неодинаковыми показателями преломления, окрашиваются в разные цвета и становятся контрастными и хорошо видимыми.

Флуоресцентная микроскопия . Подобно методу фазового контраста флуоресцентная (или люминесцентная) микроскопия дает возможность изучать живую клетку. Флуоресценцией называется свечение объекта, возбуждаемое поглощенной им световой энергией. Возбуждать флуоресценцию можно ультрафиолетовыми, а также синими н фиолетовыми лучами.

Целый ряд структур и веществ, содержащихся в клетках, обладает собственной (или первичной) флуоресценцией. Например, зеленый пигмент хлорофилл, содержащийся в хлоропластах растительных клеток, обладает характерной ярко-красной флуоресценцией. Довольно яркое свечение дают витамины А и B, некоторые пигменты бактериальных клеток; это позволяет распознавать отдельные виды бактерий.

Однако большинство веществ, содержащихся в клетках, не обладает собственной флуоресценцией. Такие вещества начинают светиться, обнаруживая разнообразную окраску, только после предварительной обработки люминесцентными красителями (вторичная флуоресценция). Эти красители носят название флуорохромов, К ним относятся флуоресцеин, акридин оранжевый, берберин-сульфат, флоксин и др. Флуорохромы обычно применяются в очень слабых концентрациях (например, 1:10000, 1:100000) и не повреждают живую клетку. Многие из флуорохромов избирательно окрашивают отдельные клеточные структуры и вещества в определенный свет. Так, акридин оранжевый при определенных условиях окрашивает дезоксирибонуклеиновую кислоту (ДНК) в зеленый, а рибонуклеиновую кислоту (РНК) в оранжевый цвета. Поэтому вторичная флуоресценция с акридином оранжевым сейчас один из важных методов изучения локализации нуклеиновых кислот в клетках различных организмов.

Кроме того, применение флуорохромов дает возможность получить контрастные, удобные для наблюдения препараты, на которых легко можно найти нужные структуры, распознать клетки бактерий и сосчитать их. Метод флуоресцентной микроскопии позволяет также изучить изменения клеток и отдельных внутриклеточных структур при разных функциональных состояниях, дает возможность различать живые и мертвые клетки.

При использовании в качестве источника флуоресценции синих и фиолетовых лучей света аппаратура состоит из обычного биологического микроскопа, низковольтной лампы (для микроскопа) е синим светофильтром, который пропускает лучи, возбуждающие флуоресценцию, и желтого светофильтра, убирающего излишние синие лучи. Применение же ультрафиолетовых лучей как источника флуоресценции требует специального флуоресцентного микроскопа с оптикой из кварца, пропускающего ультрафиолетовые лучи.

Поляризационная микроскопия . В основе метода поляризационной микроскопии лежит способность различных компонентов клеток и тканей к преломлению поляризованного света. Некоторые клеточные структуры, например нити веретена деления, миофибриллы, реснички мерцательного эпителия и др., характеризуются определенной ориентацией молекул и обладают свойством двойного лучепреломления. Это так называемые анизотропные структуры.

Исследование анизотропных структур производится с помощью поляризационного микроскопа. От обычного биологического микроскопа он отличается тем, что перед конденсором помещается поляризатор, а за препаратом и объективом помещены компенсатор и анализатор, позволяющие детально исследовать двойное лучепреломление в рассматриваемом объекте. При этом в клетках обычно наблюдаются светлые или окрашенные структуры, вид которых зависит от положения препарата по отношению к плоскости поляризации и от величины двойного лучепреломления.

Поляризационный микроскоп дает возможность определить ориентировку частиц в клетках и других структурах, четко видеть структуры с двойным лучепреломлением, а при соответствующей обработке препаратов можно сделать наблюдения над молекулярной организацией той или иной части клетки.

Микроскопия в темном поле. Изучение препаратов в темном ноле осуществляется с помощью особого конденсора. От обычного конденсора светлого поля темнопольный конденсор отличается тем, что пропускает только очень косые краевые лучи источника света. Поскольку краевые лучи имеют сильный наклон, они не попадают в объектив, и поле зрения микроскопа оказывается темным, а объект, освещенный рассеянным светом, кажется светлым.

На препаратах клеток обычно содержатся структуры разной оптической плотности. На общем темном фоне эти структуры четко видны благодаря их различному свечению, а светятся Они потому, что рассеивают попадающие на них лучи света (эффект Тиндаля).

В темном поле можно наблюдать разнообразные живые клетки.

Ультрафиолетовая микроскопия . Ультрафиолетовые (УФ) лучи глазом человека не воспринимаются, в силу чего непосредственное изучение клеток и их структур в них невозможно. Для целей исследования препаратов клеток в УФ лучах Е.М. Брумберг (1939) сконструировал оригинальный ультрафиолетовый микроскоп МУФ-1, и в настоящее время имеется несколько моделей этого микроскопа. Метод Е.М. Брумберга основан на том, что многие вещества, входящие в состав клеток, имеют характерные спектры поглощения УФ лучей.

При исследовании различных веществ в живых или фиксированных неокрашенных клетках и тканях в таком микроскопе препарат фотографируется трижды (на одной и той же пластинке) в лучах трех различных зон УФ спектра.

Для фотографирования длины УФ волн подбираются так, чтобы в каждой зоне находилась полоса поглощения какого-либо одного вещества, не поглощающего лучи в двух других зонах. Поэтому вещества, которые видны на фотографиях, оказываются разными на всех снимках.

Затем полученные снимки помещают в особый прибор, называемый хромоскопом. Один снимок рассматривают в синих, второй - в зеленых, а третий - в красных лучах.

Получаются три цветных изображения, которые в хромоскопе сводятся в одно, и на этом конечном изображении объекта различные вещества клетки оказываются окрашенными в разные цвета.

Но ультрафиолетовый микроскоп позволяет, не только фотографировать, а и производить визуальные наблюдения над тканями и клетками, для чего в нем имеется специальный флуоресцирующий экран.

С помощью этого микроскопа удаётся рассмотреть частички несколько меньших размеров, чем в обычный биологический микроскоп, благодаря тому что УФ лучи обладают значительно более короткой длиной волны, чем обычные световые лучи.

Поэтому разрешающая способность УФ микроскопа равна 0,11 мк, в то время как разрешающая способность биологического микроскопа при использовании обычного освещения равна 0,2-0,3 мк.

При помощи ультрафиолетового микроскопа проводится количественное определение поглощения УФ лучей нуклеиновыми кислотами и другими веществами, содержащимися в клетках, т. е. определяется количество этих веществ в одной клетке.

Микрофотографирование . Микрофотографирование разнообразных микроскопических препаратов проводят для того, чтобы получить их увеличенное изображение -- микрофотографию. На микрофотографиях удобно изучать отдельные структуры клеток и других объектов; микрофотографии представляют документы, очень точно отражающие все детали строения микроскопического препарата.

Фотографирование микроскопических препаратов производится с помощью специальных микрофотоустановок или микрофотонасадочных камер. Последние получили широкое распространение и пригодны для микрофотографирования с биологическим и любым другим микроскопом. Микрофотонасадочная камера - это фотоаппарат, у которого объектив удален и заменен микроскопом.

Оптическая система микроскопа выполняет роль объектива этого фотоаппарата. Имеется несколько типов микрофотонасадок. Очень удобны из них микрофотонасадки типа МФН-8.

Существует также и специальный биологический микроскоп МБИ-6 с постоянной фотокамерой. МБИ-6 позволяет производить обычное визуальное исследование препаратов и их фотографирование в проходящем и отраженном свете, в светлом и темном полях зрения, с фазовым контрастом и в поляризованном свете.

Большую роль в изучении процессов жизнедеятельности клетки играет микрокиносъемка. Для исследования деталей важнейших процессов, протекающих в клетке, таких, как деление, фагоцитоз, течения цитоплазмы и др., применяют цейтраферное устройство.

С помощью этого устройства можно производить либо ускоренную съемку, применяемую обычно при быстро протекающих процессах, либо замедленную съемку тех изменений в клетке, для которых характерно медленное течение.

Микрокиносъемка представляет собой не только метод, позволяющий детально исследовать разнообразные структуры и процессы в живой клетке, но и метод документации этих процессов и всех тех изменений, которые с ними связаны.